Präanalytik Mikrobiologie

Stand 06.2015

0. Allgemeines

0.1. Übersicht Material und Versandhinweise
0.2. Generell wichtig (betrifft nicht nur mikrobiologische Proben)

Probenbehälter eindeutig beschriften, so dass die Probe eindeutig dem dazugehörigen Untersuchungsauftrag zugeordnet
werden kann

• Name, Geburtsdatum
• Entnahmestelle, -zeit (insbesondere wichtig bei mehreren Proben eines Patienten)

Auf dem Auftrag vermerken:

• Art des Untersuchungsmaterials
• Geschlecht
• Alter
• Entnahmestelle

Weiterhin bei Bedarf:

• Laufende Medikation
• Auslandsaufenthalte z. B. bei Stuhluntersuchungen
• Schwangerschaftswoche
• Verdachtsdiagnosen
• Größe und Gewicht

Außerdem unbedingt vermerken:

• Bei BG-Fällen: Aktenzeichen
• Vollständige Anschrift und Unterschrift des Veranlassenden
• Vollständige Adresse und Versicherungsart/-nummer des Patienten bzw. des Versicherten bei Familienmitgliedern
• Bitte zur Auftragserteilung ausschließlich die von den Versicherungsträgern vorgeschriebenen Auftragsbelege verwenden
  (Kassenpatienten: Schein Nr. 10, Bundeswehrbehandlungsscheine etc.)

0.3. Bei der Abnahme von mikrobiologischem Material grundlegend zu beachten

• Angabe von evtl. (Antibiotika-)Medikation (Wirkstoff), Angabe, ob die Medikation evtl. die gewünschte Wirkung nicht gezeigt hat
• Sterile Gefäße bzw. Behältnisse mit geeigneten Nährmedien verwenden (können bei uns angefordert werden)
• Probe am Infektionsort gewinnen
• Verunreinigungen/Kontamination vermeiden
• Art des Untersuchungsmaterials und Entnahmeort/Körperregion benennen (z.B. Rachenabstrich...)
• Generell ist es vorteilhafter, wenn die Probenentnahme vor der Behandlung mit Antibiotika bzw. vor Chemotherapie erfolgt

0.4. Bei Abstrichen zu beachten

• Flüssigkeit oder Gewebe ist dem Abstrich stets vorzuziehen
• Verunreinigungen (Salbenreste etc.) sind zuvor von der Probenentnahmestelle zu entfernen
• bei trockenen Oberflächen Tupfer vorher anfeuchten
• Ein Wundabstrich muss am Rand des gesunden Gewebes entnommen werden
• Gewebeentnahmen (Biopsien) in sterile 0.9 % NaCl-Lösung einbringen

Achtung:
Topische Anästhetika wirken antimikrobiell!

0.5. Bei Objektträgern zu beachten

• für mikroskopische Untersuchungen Präparat nicht mit Eindeckmaterial fixieren, sondern lediglich an der Luft trocknen lassen

1. Blut

1.1. Blutkulturen

Indikation:

• undulierendes Fieber (wie z.B. Typhus, Paratyphus, Brucellose)
• Fieber unklarer Genese z.B. bei immunsupprimierten Patienten
• Schwere Infektionen (V.a. bakterielle Pneumonie, Meningitis, Pyelonephritis, Wundinfektion)
• V. a. Septikämie, Bakteriämie, Fungämie
• V.a. Endokarditis
• Fieber bei liegendem intravasalen Katheter
• Verdacht auf Endokarditis, Fungämie, Brucellose vermerken!

Vorbereitung:

• Entnahmestelle großflächig (5x5cm) mit alkoholgetränktem (70% Propanol o. 70% Ethanol) sterilen Tupfer abwischen und
  lufttrocknen (mind. 1 Minute)
• Blutkulturflaschen beschriften, bei Raumtemperatur (18–25 °C) lagern.
• Sicherstellen, dass keine Kontamination des Flaschenmediums stattgefunden hat; hat sich ein Niederschlag gebildet, der sich auch
  bei Raumtemperatur oder darüber noch nicht gelöst hat, ist diese Flasche nicht mehr zu verwenden; Verfalldatum beachten!
• Anschließend eine 2. Desinfektion (s.o.) durchführen, konzentrisch das zu desinfizierende Areal von der Mitte nach außen
  abwischen, lufttrocknen lassen

Gewinnung:

• Schutzkappe entfernen; Durchstichstopfen mit Alkohol desinfizieren; Alkohol muss vollständig verdunstet sein
• Vene nach Desinfektion nicht noch einmal palpieren, Alkohol muss mindestens 60 sek. einwirken
• Sterile Spritze mit Kanüle bzw. Blutkultur-Entnahmeset verwenden
• Bei V. a. Katheter-assoziierte Infektion
• Entnahme durch Punktion einer peripheren Vene (möglichst V. cubitalis), die nicht im Bereich entzündeter Hautareale liegt
  (Die Abnahme von arteriellen BK’s bringt KEINE Vorteile)
• bei ausgeprägten Fieberzacken zu Beginn des Fieberanstieges im Abstand von mindestens 15–30 Minuten
  (2–3 Zeitpunkte) je 1 Flasche (aerob und anaerob) beimpfen.
• Wenn bereits eingeleitet, möglichst nach einer Therapiepause
• Entnahmezeitpunkt unabhängig von einer bestimmten Fieberhöhe unmittelbar bei Auftreten einer auf Sepsis
  hindeutenden Symptomatik, z.B. Fieber, Schüttelfrost
• Entnahme VOR Beginn einer Antibiotikatherapie
• Wenn keine Therapiepause möglich, unmittelbar VOR nächster Gabe (dann ist Serumspiegel am geringsten)
• bei Endokarditis 2–4 Proben vor Chemotherapie
• Entnahme aus Portsystem oder Verweilkatheter (Kontaminationsgefahr!) nur · Wenn periphere Venenpunktion nicht möglich
• Wenn aus Verweilkatheter o. Ä. entnommen wurde, dies vermerken!
• Nach erfolgter hygienischer Händedesinfektion Einmalhandschuhe anziehen!
• Nach Fehlpunktion Nadel wechseln!
• Sollen zusätzlich Abnahmen für z.B. klinisch-chemische Untersuchungen erfolgen, die Blutkulturen zuerst abnehmen!

Arbeitsablauf

für die Blutentnahme für Blutkulturen in den BacT/Alert ®-Flaschen (bioMérieux®)
(unbeimpfte Blutkulturflaschen vor Sonnenlicht geschützt bei Raumtemperatur lagern)

• Die Blutkulturflaschen unverzüglich ins Labor bringen! Im Falle eines verzögerten Transportes bei Raumtemperatur lagern!
• Blutabnahme mit der Spritze bis zur gewünschten Abnahmemenge durchführen (Gesamtmenge für 2 Flaschen abnehmen).
• Beschriften Sie die entsprechenden Flaschen. Bei Verwendung von Aufklebern den Barcode nicht abkleben!
• Bitte bei jeder Entnahme eine aerobe und anaerobe Flasche verwenden!
• Venenpunktionsstelle mit z.B. 70%igem Alkohol zweimal desinfizieren. Erforderliche Einwirkzeit von mind. 1 Minute einhalten.
• Plastikkappen von den Blutkulturflaschen entfernen und Gummiseptum mit einem alkoholischen Mittel desinfizieren.
• aerobe und anaerobe Standardflasche: jeweils bis zu 10 ml Blut
  Die Blutkulturflaschen mit der entsprechenden Menge befüllen. Für jede Flasche möglichst eine neue Nadel verwenden.
  Entnahme mit Spritze: Zuerst die anaerobe Flasche befüllen!
  (Eventuell vorhandener Sauerstoff in der Spritze gelangt somit nicht in die anaerobe Flasche.)
  Entnahme mit Adapter: Zuerst die aerobe Flasche befüllen!
  (eventuell vorhandener Sauerstoff im Adapter gelangt somit nicht in die anaerobe Flasche)
• Entnahmedatum und Entnahmezeit auf dem Begleitschein vermerken!

Menge:

• Erwachsene: (max.) 10 ml pro Flasche
• Kinder über 20 kg: 5 ml pro Flasche
• Kinder unter 20 kg: 0.5-5 ml pro Flasche
• Früh-/Neugeborene: 0.5 ml pro Flasche wenn nicht Verdacht auf Anaerobier besteht
  bei Zwei-Flaschen-System nur Blut für aerobe Flasche abnehmen

Häufigkeit:

• Erwachsene/Jugendliche: mindestens 2 bis max. 4 BK’s durch getrennte Punktionen
  → bessere Interpretation der Relevanz der analysierten Keime/Erkennen von Kontaminanten möglich
  → Erhöhung der Sensitivität
  Ein zeitlicher Mindestabstand ist i. d. R. nicht erforderlich
• Bei einem akuten septischen Krankheitsbild (z. B. akute infektiöse Endokarditis, Fieber unklarer Genese (FUO) bei neutropenen
  Patienten) sollten 2–3 Blutkulturen durch verschiedene Venenpunktionen in rascher Folge vor Therapiebeginn abgenommen werden
• In weniger dringenden Fällen (z.B. subakute Endokarditis, Fieber unklarer Genese (FUO) bei nicht neutropenen Patienten),
  sollten 2–4 Blutkulturen innerhalb 24 Stunden gewonnen werden
• Bei V. a. Katheterinfektionen → parallele Entnahme je einer zentralen (über den Katheter) und peripheren Blutkultur
• Früh-/Neugeborene: eine Flasche „für aerobe Bebrütung“ genügt
• Klein-/Schulkinder: i. d. R. reicht eine BK à bei nosokomialer Infektion, bei Immunsuppression sollten zwei BK’s gewonnen werden

Aufbewahrung und Transport:

• So schnell wie möglich ins Laboratorium.
• Im Falle eines verzögerten Transportes die Kulturflaschen bei Raumtemperatur aufbewahren

1.2. Blut auf Mykobakterien

• Untersuchung auf Mykobakterien → 5–10 ml Citratblut abnehmen; dieses keinesfalls in eine Blutkulturflasche einbringen!

1.3. Knochenmark

Vorbereitung:
Hautdesinfektion

Gewinnung:
sterile, perkutane Aspiration, möglichst viel Material entnehmen, bis 1ml

Transportieren:
siehe Blut, im sterilen Behälter KM-Proben sollten mit steriler 0,85%iger NaCl-Lösung feucht gehalten werden

Achtung: Anlegen von Direkt-Präparaten zwecks Mikroskopie

2. Material aus Wunden und infektiösen Prozessen

Indikation:
Oberflächliche und tiefe Infektionen von Haut, Schleimhaut und Weichteilen

2.1. Abszesse und tiefe Wunden allgemein

Vorbereitung:

• bei tiefen Wunden/Abszessen sorgfältige Hautdesinfektion, um Kontamination durch Keime der Hautoberfläche zu vermeiden

Gewinnung:

• Generell: soviel Material wie möglich mit Spritze aus Sinustrakt oder geschwollener Abszessfläche oder Biopsiematerial entnehmen
• Wenn entzündlicher Prozess lokalisierbar und von außen erreichbar: Eiter und Exsudat nach Hautdesinfektion durch perkutane
  Punktion mit der Spritze gewinnen
• Wenn dies nicht möglich ist: Bei Abszessinzision Mat. mittels chirurgischem Löffel oder einer Spritze aufnehmen
  (keinen Abstrich aus zuvor entleerter Abszesshöhle entnehmen)
• anaerobes Transportmedium verwenden
• Innerhalb von 24 h möglichst gekühlt ins Labor bringen

Achtung: Punktat/Aspirat ist einem Abstrich stets vorzuziehen!

2.2. Hautabstriche
2.2.1. Wunden

Vorbereitung:

• Abszess oder Wundoberfläche mit sterilem Tupfer abtupfen und desinfizieren

Gewinnung:

• Eiter/ Biopsiematerial mittels Aspiration oder Abstrich; Aspirat/Biopsiematerial ist besser als Abstrich
• Nach Entfernung von Belägen (sonst große Kontaminationsgefahr): Möglichst vom Wundgrund / Wundrändern entnehmen
• Exzisionsmaterial ist geeignet
  • Bei wenig Sekret
  • Bei Haut-/Schleimhautulzerationen
  • Bei getrockneten Wunden

• Alternativ kann bei relativ trockenen Wunden steriles 0.9% NaCl injiziert und unmittelbar danach re-aspieriert werden
• Punktate/Aspirate aus Abszessen / Empyemen kühl lagern
• Wenn umgehender Transport ins Labor nicht möglich
  → Tupfer mit Transportmedium verwenden, Aspirat in anaerobes Transportmedium geben;
• Bei Gewebeteilchen oder anderem festen Probenmaterial → klares Transportmedium (ohne Holzkohlezusatz) verwenden

Achtung: Von direkten Kulturen von frischen Bisswunden können die Infektionserreger meist nicht isoliert werden

2.2.2. Haut und Weichteilinfektionen

Vorbereitung:

• Oberfläche desinfizieren

Gewinnung:

• alles, was erhältlich ist an tiefster Stelle der Wunde bzw. Vesikel aspirieren
• Transport in Spritze, anaerobes Transportmedium verwenden

Achtung: Nicht von der Wundoberfläche entnehmen (Kontaminationsgefahr);
Oberflächenabstriche lassen Cellulitis durch Streptokokken oder Erysipel nicht erkennen

3. Urin

3.1. Allgemeines

am geeignetsten ist der erste Morgenurin, alternativ sollte (wenn möglich) letzte Miktion mindestens 3–5 Stunden zurückliegen

Indikation

• Harnwegsinfektionen, Zystitis, Pyelonephritis
• Unklares Fieber bei Blasenverweilkatheter

Aufbewahrung und Transport

• In sterilem, dicht schließendem Behälter transportieren
• Sofortiger Transport ins Labor;
  wenn nicht möglich → spätestens innerhalb der nächsten 24 Std. (Lagerung bei 2–8 °C), Sonneneinstrahlung vermeiden
• Keinen Urin per Post versenden

Achtung:

• Urin nicht einfrieren!
• Für Kulturen keinen Sammelurin verwenden!

Nativurin

• Menge: 5–10 ml
• Vorteile:
  • Makroskopische und mikroskopische Beurteilung möglich
  • Gehalt an antibakteriellen Substanzen kann festgestellt werden (Hemmstofftest)
• Nachteile:
  • Bei längeren Transportwegen bzw. längerer Aufbewahrung der Proben in ungekühltem Zustand ist
    die Keimzahl nicht mehr exakt

Urineintauchnährboden (z.B. Uricult®)
Urineintauchnährböden sollten höchstens 24 Stunden bebrütet werden und nach längstens 48 Stunden im Labor eingetroffen sein

• Vorteile
  • Keimzahl kann zum Zeitpunkt der Uringewinnung festgehalten werden
  • Alternative bei Verzögerung von Transport und Verarbeitung
• Nachteile
  • Keine Aussage über makroskopische und mikroskopische Beschaffenheit der Probe (z. B. Leukozyturie) möglich
  • Antibakterielle Substanzen können nicht nachgewiesen werden oder falsch negative Befunde verursachen
  • Keimzahlbestimmung bei konfluierenden Kolonien nicht zuverlässig
  • Einige der handelsüblichen Nährmedien weisen Einschränkungen bei der Nachweisbarkeit von Erregern
    mit erhöhten Nährstoffansprüchen auf
  • Mischkulturen werden schwerer erkannt und erfordern aufwändige Isolierungstechniken

Achtung:

• Uricult® vor Gebrauch immer auf Verfallsdatum und eingetrocknete Nährmedien überprüfen!
• Das Uricult®-Röhrchen darf keine Restflüssigkeit enthalten, denn diese kann durch wiederholte Benetzung
  der Kulturoberfläche während des Transports fälschlicherweise den Eindruck zu hoher Keimzahlen erwecken

3.2. Mittelstrahlurin

Vorbereitung Frau:

• Ggf. Hilfsperson erforderlich
• Unterwäsche ausziehen, Unterkörper vollständig entblößen
• Hände sorgfältig mit Wasser und Seife waschen
• Mit einer Hand Schamlippen (Labien) spreizen und geöffnet halten bis Uringewinnung abgeschlossen ist
• Äußeren Geschlechtsbereich (Vulva) mit der anderen Hand von vorn nach hinten 3x mit in handwarmes Wasser getauchten
  Tupfern reinigen, dabei jeweils neuen Tupfer verwenden
• Bereich um die Harnröhrenöffnung (Orificium urethrae) mit Tupfern trocknen und einen Tupfer in den Scheideneingang
  (Introitus vaginae) einlegen

Vorbereitung Mann:

• Unterwäsche ausziehen
• Hände sorgfältig mit Wasser und Seife waschen
• Vorhaut (Präputium) vollständig zurückziehen
• Eichel (Glans penis) mit einem Tupfer und warmen Wasser waschen
• Mit einem zweiten Tupfer und warmen Wasser ohne Seife nachreinigen
• Mit einem dritten Tupfer die Harnröhrenöffnung (Orificium urethrae) und die Eichel (Glans penis) trocknen

Urinentnahme

• 15–30 ml des Anfangsurins verwerfen (ca. erste 3 Sekunden)
• ohne den Harnstrahl zu unterbrechen, folgende 10–20 ml Urin in einem sterilen Gefäß auffangen
• Verunreinigung (Becherrand, Hände, Kleidung) vermeiden!
• Urin in steriles Transportröhrchen umfüllen
• Transportröhrchen verschließen, beschriften und bis zur Weiterleitung ins Labor sofort kühl (2–8 °C) lagern

3.3. Katheterurin

• nicht für die Routine empfohlen, Gefahr der Keimeinschleppung
• kann angewendet werden, wenn eine einwandfreie Gewinnung von Mittelstrahlurin nicht möglich ist und eine Blasenpunktion
  nicht in Betracht kommt
• das Legen eines Blasenkatheters sollte durch geschultes Personal erfolgen

Gewinnung

• Die Harnblase sollte ausreichend gefüllt sein
• Desinfektion der Harnröhrenöffnung und ihrer Umgebung mit einem Schleimhautantiseptikum
• Es sind Einwegkatheter zu verwenden und diese unter aseptischen Bedingungen zu legen
• Verwerfen der ersten Urinprobe
• Nächste Probe unter sterilen Bedingungen auffangen
• Bei Patienten mit Dauerkathetern erfolgt die Uringewinnung durch Punktion der bei den meisten handelsüblichen
  geschlossenen Ableitungssystemen bereits für die Punktion vorgesehenen Einstichstelle, die zuvor mit einem alkoholischen
  Desinfektionsmittel desinfiziert werden muss. Urin nicht aus dem Auffangbeutel entnehmen!

3.4. Blasenpunktionsurin

Indikationen

• Schwierigkeiten hinsichtlich einwandfreier Urinentnahme
• Fragliche bakteriologische Ergebnisse, insb. bei Mischkulturen, unklare Leukozyturie
• Fragliche Harnwegsinfektion bei Neugeborenen, Säuglingen, Kleinkindern und nicht- kooperationsfähigen Patienten

Vorteil

• Kontaminationswahrscheinlichkeit ist am geringsten

Gewinnung

• Sorgfältige Hautdesinfektion
• Punktion der gut gefüllten Harnblase 2 QF oberhalb der Symphyse

Achtung:
Blasenpunktion auf dem Schein vermerken, jede Keimzahl muss als signifikant angesehen werden!

3.5. Einmalplastikklebebeutel bei Säuglingen

Vorbereitung:

• Gründliche Reinigung des Perineums

Achtung:

• Diese Methode dient nur zur orientierenden Untersuchung, zum Infektausschluss;
  eine Interpretation sollte sehr zurückhaltend erfolgen
• Die Sicherung positiver Ergebnisse durch eine Kontrolluntersuchung ist notwendig;
  hierbei anderen Verfahren den Vorzug geben (z. B. Blasenpunktionsurin)
• Durch häufigeren Wechsel des Beutels in 30-minütigen Abstand lässt sich eine Verbesserung der Ergebnisse erzielen.

3.6. Untersuchung auf Mykobakterien

• Konzentrierten Morgenurin verwenden (am Abend vorher wenig trinken)
• Mindestmenge 30 ml
• 3 Proben von 3 aufeinanderfolgenden Tagen einschicken
• Keinen Sammelurin verwenden!

4. Sputum oder Bronchialsekret

4.1. Bronchoskopiematerial

Indikation

• Pneumonie
• Bronchitis
• Zystische Fibrose
• Tbc

Material

• Transbronchiales Biopsiematerial, Bronchialsekret

Gewinnung:

• Unter sterilen Kautelen durch die innere Kammer des Bronchoskops aspirieren, ggf. Absaugkatheter abschneiden
  und in einem sterilen Gefäß einschicken
• Material in einem sterilen Behälter gekühlt so schnell wie möglich ins Labor transportieren

4.1.1. Untersuchung auf Mykobakterien

Bronchialsekret Menge: möglichst 2–5 ml

4.2. Sputum

Zur Vermeidung von Kontamination durch Speichel Pat. anleiten; ggf. Gewinnung unter unmittelbarer Anleitung und Aufsicht
von geschultem Personal

4.2.1. expektoriert

Vorbereitung

• Zähne putzen

Gewinnung:

• bester Zeitpunkt: morgens
• Patient instruieren, nicht Speichel oder postnasale Flüssigkeit in den Sammelbehälter zu geben

Achtung:

• Expektoration kann gefördert werden durch Kochsalz- oder Mukolytikum-Inhalation

4.2.2. induziert (wenn spontane Expektoration nicht möglich)

Vorbereitung:

• Mit feuchter Zahnbürste Schleimhäute, Gaumen und Zunge abbürsten
• Mundhöhle gründlich mit Wasser spülen
• Mit Ultraschallvernebler 20–30 ml 3% - 10% 0,85 %ige NaCl versprühen und Pat. inhalieren lassen

Achtung:

• Sputum ist i. d. R. zur Untersuchung nur geeignet, wenn es sichtbare Eiterflocken enthält (Ausnahme: bei entsprechender
  Indikation (Immunsuppression, V. a. Legionellose etc.)
• Kontakt mit Speichel vermeiden (was meistens nicht 100% gelingt)
• Transport im sterilen, dichtschließendem Behälter
• Schnellstmöglicher Transport ins Labor (Pneumonieerreger wie Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae
  sind äußerst empfindlich); wenn nicht möglich; kühl lagern
• 24-Stunden-Sammelsputum nicht für kulturelle Zwecke geeignet

Bei V. a. Tbc oder Pneumocystis jirovecii gesonderte Anforderung
Pneumocystis jirovecii → BAL-Material (5–10 ml) → mit Einschränkung auch induziertes Sputum möglich
Bei Pneumocystis jirovecii, Nocardien, Actinomycose, Pilze → vermerken, ob eine Immunsuppression vorliegt (z. B. HIV, Leukämie)

4.3. Untersuchung Sputum auf Mykobakterien

• Menge möglichst 2–5 ml, dieses höchstens 1 Stunde sammeln, kein 24-Stunden-Sammelsputum verwenden!!
• An drei aufeinander folgenden Tagen gewinnen
• Keine Spülungen der Mundhöhle! (Gefahr der Kontamination mit nicht-tuberkulösen Mykobakterien)
• Besonders geeignet ist das erste Morgensputum

5. Rachenabstrich

5.1. Abstriche Rachen/Oropharynx

Indikation

• V. a. Scharlach
• V. a. Angina
• V. a. Rachendiphtherie
• Nachweis von Keimträgertum (auch Personal);
  z.B. MRSA, Streptococcus pyogenes, Neisseria meningitidis, C. diphtheriae

Vorbereitung:

• Zunge mit einem Spatel herunterdrücken
• Keine Spülanästhetika verwenden!

Gewinnung:

• Tonsillen, Seitenstränge
  → Flächen mit Exsudaten, Ulcera oder Entzündung unter Drehen und kräftigem Andrücken mit Tupfer abstreichen
• Tupfer mit Transportmedium verwenden
• Achtung Kontakt mit Speichel oder oralen Schleimhäuten vermeiden
• Bei V. a. Diphtherie
  → Sekret unter der abgehobenen Pseudomembran oder ggf. vom Kehlkopf entnehmen
  → Labor benachrichtigen!

5.2. Abstriche Nasopharynx

Indikation:

• Nachweis von Bordetella pertussis
• Nachweis von Keimträgertum

Gewinnung:

• speziellen (flexiblen) Abstrichtupfer vorsichtig durch die Nase in den Nasopharynx einführen,
  Tupfer drehen und nach 1–2 Sek. herausziehen
• Tupfer mit Transportmedium verwenden

Achtung:

• Lokale Maßnahmen (Gurgeln, Mundspülung) sollten mindestens 6 h vor dem Entnahmezeitpunkt liegen (Ergebnisverfälschung!)
• Untersuchung auf Bordetella pertussis bitte gesondert anfordern!

5.3. V. a. Sinusitis

• Punktat aus den Nasennebenhöhlen entnehmen → Spülflüssigkeit
• Ein Nasenabstrich ist wegen der umfangreichen Standortflora (darunter auch potentiell pathogene Keime)
  für mikrobiologische Untersuchungen einer Sinusitis nicht geeignet!

6. Nasenabstrich

6.1. Abstriche Nase

Indikation:

• Hauptsächlich zum Nachweis von Staphylokokkenträgern (z.B. MRSA)

Gewinnung:

• Abstrichtupfer ca. 2,5 cm in die Nase einführen, vorsichtig an der Schleimhaut drehen, herausziehen
• Tupfer mit Transportmedium verwenden

6.2. MRSA-Trägercreening

Patienten:

•   Nasenabstriche, Rachen, ggf. Wundabstriche (siehe dort)

Med. Personal (Reservoir):

• Nasenabstriche
• „MRSA-Screening“ unbedingt auf Schein vermerken (Anlage auf Spezialnährboden)

7. Stuhl und Rektalabstriche

7.1. Stuhl

Indikation:

• Durchfallserkrankung
• V. a. Enteritis infectiosa
• V. a. pseudomembranöse Enterocolitis (Clostridium difficile)
• Umgebungs- und Personaluntersuchungen nach gesetzlichen Bestimmungen

Gewinnung:

• Mindestens haselnussgroße Portion aus dem mittleren Bereich (bei Blut- Eiter- oder Schleimauflagerungen aus diesem Bereich);
  bei flüssigem Stuhl 0,5–1 ml →Röhrchen max. zu 1/3 füllen
• Sollen zusätzliche Untersuchungen (parasitologisch/immunologisch) durchgeführt werden, sollte das Stuhlröhrchen
  bis zur Hälfte gefüllt sein
• Sterilen Behälter mit dichtem Verschluss verwenden (Röhrchen mit brauner Kappe)
• Sofort ins Labor! Probe gekühlt lagern
• Bei Verzögerungen ist alternativ ein Rektalabstrich möglich

Achtung:

• nicht mit Urin kontaminierte Proben einsenden

7.2. Rektalabstriche

Indikation

• können in Ausnahmefällen entnommen werden, wenn die Gewinnung einer Stuhlprobe nicht möglich ist
• bei V. a. Shigellose, Infektion mit Campylobacter
• bei langer Transportdauer

Gewinnung:

• Der Patient sollte mit angewinkelten Knien auf der Seite gelagert werden
• Den Tupfer bis in das Rektum einführen (~ 5 cm) und vorsichtig drehen
• Tupfer mit Transportmedium verwenden!

7.3. Stuhl für parasitologische Untersuchungen

Allgemeine Anmerkung:
Es ist zu beachten, dass verschiedene Wurmarten bis zur Geschlechtsreife einen relativ langen Zeitraum benötigen. Erst nach der
Präpatenz (=Zeitraum von der Infektion bis zum möglichen Nachweis von Wurmeiern) können im Stuhl die Wurmeier und Larven
erwartet werden.

Für die Untersuchung auf Wurmeier
(Enterobius vermicularis, Taenia spp, Ascariasis, Hakenwurminfektionen, Strongyloidose, Trichostrongyloidose etc.)

• mindestens eine haselnussgroße Portion Frischstuhl
• gekühlt transportieren!

Enterobius vermicularis

• Morgendliche Abnahme eines perianalen Abklatschpräparates mit Hilfe eines durchsichtigen Tesafilmstreifens, der anschließend
  auf einen Objektträger geklebt wird
• Den Perianalbereich vorher nicht reinigen

Amöben, Lamblien

• Stuhl muss unmittelbar nach dem Absetzen ins Labor gebracht werden, Trophozoiten halten sich etwa ½ Stunde bei Raumtemperatur
• Für die Untersuchung auf Amöben von den blutig-schleimigen Stuhlanteilen abnehmen
• Labor muss vorher informiert werden
• Stuhl soll nicht warmgehalten werden (Darmbakterien würden sonst die Parasiten zerstören), darf aber auch nicht gekühlt werden
  (Unbeweglichkeit der Trophozoiten)

Parasitenbestandteile

• In steriles Transportgefäß überführen

7.4. Allgemein

Wegen einer möglicherweise ungleichmäßigen Erregerausscheidung ist die Einsendung von drei Stuhlproben/Abklatschpräparaten
von unterschiedlichen Entnahmezeiten empfehlenswert

• Bei V. a. eine infektiöse Enteritis ist die entsprechende Budget-Ausnahmekennziffer (32006) auf dem Schein zu vermerken

8. Gefäßkatheterspitze

Indikation

• V. a. Katheter-assoziierte Infektionen

Vorbereitung

• Insertionsstelle desinfizieren, Katheter ziehen
• Spitze (~ 4–6 cm) abschneiden und in ein steriles Röhrchen ohne Transportmedium geben
• Umgehender Transport ins Labor, wenn nicht möglich bis max. 24 Std. bei 2–8 °C aufbewahren

9. Liquor

9.1. Cerebrospinalflüssigkeit

Indikation

• Meningitis, Enzephalitis
  Die Entnahme sollte möglichst vor Beginn einer Antibiotikatherapie erfolgen

Vorbereitung:

• Sorgfältige Hautdesinfektion mit Alkohol und jodhaltigem Mittel
• Umgebung mit sterilem Lochtuch abdecken

Gewinnung:

• Unter streng aseptischen Kautelen in 2–3 sterile Proben-Röhrchen abtropfen lassen

Material:

• Mikrobiologische Untersuchung mindestens 5 ml
• Mykobakterien möglichst 3–5 ml, bei PCR zusätzlich 2–5 ml!
• Viren mindestens 2 ml
• in sterilen, dicht schließenden Behältern sofort ins Labor
• Nicht kühlen! Temperatur bei 18–25 °C konstant halten
• Alternative → Einbringen des Liquors in Liquor- oder Blutkulturflaschen
• Proben für Viren

Achtung:

• I.d.R. werden 3 Röhrchen benötigt: Mikrobiologie, Hämatologie, Klinische Chemie
• für die Mikrobiologie das Röhrchen mit dem trübsten Material verwenden, vorzugsweise Röhrchen Nr. 2
• Probe rechtzeitig im Labor ankündigen und Transport organisieren!
• Es ist sinnvoll, parallel Blut für kulturelle Zwecke abzunehmen → siehe dort

9.2. ZNS-Proben

Vorbereitung:

• Dekontamination entsprechend Eingriff (Neurochirurgie)

Material:

• Biopsiematerial, Aspirat vom Abszess
• Menge entsprechend der möglichen Entnahmetechnik
• Unter anaeroben Transportbedingungen ins Labor

Achtung:

• Proben stammen i.d.R. von Hirnabszessen und ZNS-Biopsiematerial
• Aus 90 % der Hirnabszesse werden Anaerobier isoliert

10. Sonstige sterile Körperflüssigkeiten

10.1. Empyem-, Pleura-, Peritoneal-, Synovial-, Thorakozentese-Flüssigkeiten

Indikation

• Pleuritis, Perikarditis, Peritonitis, DD von Arthritiden

Vorbereitung

• Hautdesinfektion mit Alkohol und jodhaltigem Mittel

Gewinnung

• Aseptische Aspiration

Material:

• Mikrobiologische Untersuchungen mindestens 2–5 ml
• Mykobakterien möglichst 30–50 ml
  Punktat möglichst nativ einschicken → Transport im sterilen, dicht schließenden Behälter
• Alternativ → einbringen in Blutkulturflasche, wenn nicht verfügbar → Abstrichtupfer tränken und diesen in Transportmedium
  einschicken; möglichst parallel natives Material mitschicken
• Für die Untersuchung auf Chlamydien (DNA), Tbc (DNA, Kultur + Mikroskopie) ist Nativmaterial notwendig
• Bei V. a. Anaerobier:
  • Probe in einer Spritze aufziehen
  • Luftblasen entfernen
  • Spritze mit Stopfen luftdicht verschließen
  • Alternativ → Einbringen in Blutkulturflasche
  • Nicht kühlen, nur Material aus Empyemen/Abszessen sollte gekühlt werden
  • Pleurapunktat → die erste Probenmenge sollte mikrobiologischen Untersuchungen vorbehalten sein

11. Augenabstrich

11.1. Augenabstrich und Abschabung (extern)

Indikation

• Konjunktivitis

Vorbereitung:

• Haut um das Auge mit geeignetem Desinfektionsmittel reinigen, Make-up und Salben
  mit sterilen Tupfern und Kochsalzlösung entfernen
• Möglichst keine Lokalanästhetika verwenden (enthalten antibakterielle Zusätze)
• Antimikrobielle Augentropfen/-salben sollten rechtzeitig abgesetzt werden

Gewinnung:

• Konjunktivalabstrich →Abheben des Unterlides
• Mit 0.9 % NaCl befeuchtete Tupfer 2mal mit kurzen, festen Strichen in einer Richtung über untere Conjunktiva streichen,
  die Lidränder dabei nicht berühren (Kontaminationsgefahr!)
• Bei Ulcera Abstrich vom Geschwürrand entnehmen

Transport

• Tupfer mit Transportmedium verwenden
• Sterile Röhrchen für Abschabungen
• Für Direkt-(DNA-)nachweise (Chlamydia trachomatis) spezielles Entnahmebesteck verwenden (kann angefordert werden)
• Sofortiger Transport ins Laboratorium

Achtung:

• Oft nur sehr wenige Mikroorganismen anwesend
• Abschabungen vom Ophthalmologen vornehmen lassen!
• Conjunktiva-Proben vor Cornea-Abschabungen entnehmen!
• Proben zum Viren- und Chlamydien-Nachweis vor der eventuellen Gabe eines Lokal-Anästhetikums entnehmen!

11.2. Augen (intern)

Gewinnung

• Durch chirurgischen Eingriff, intraoculare Flüssigkeit mittels Aspirationstechnik
• Materialentnahme von allem was erhältlich ist
• Transport in sterilem Röhrchen oder Spritze
• Sofortiger Transport ins Laboratorium!

Achtung:
Angabe ob rechtes oder linkes Auge!

12. Ohrabstrich

Indikation

• Otitis externa, Otitis media

12.1. intern

Gewinnung:

• i.d.R. Abstrich; wenn genug Flüssigkeit vorhanden, diese einsenden
• Mittelohrsekret mit Abstrichtupfer oder Spritze aufnehmen
• Kontakt mit der Gehörgangswand vermeiden!

Menge:

• 1 Tupfer; Flüssigkeit: soviel wie möglich
• Sterilen Behälter bzw. Tupfer mit Transportmedium verwenden

12.2. extern

Gewinnung:

• Abstriche, Abschilferungen, letztere besonders geeignet für die Untersuchung auf Mykosen
• Gehörgangsabstriche unter Sicht (Otoskop) von geröteten oder sekretbedeckten Bereichen entnehmen
• Bei trockenen Läsionen →Abstrichtupfer kann mit 0,9 % NaCl angefeuchtet werden
• Sterilen Behälter bzw. bei Abstrichmaterial Tupfer mit Transportmedium verwenden
• Schnellstmöglicher Transport ins Labor

13. Genitalabstrich

13.1. Zervixabstrich

Indikation:

• Zervizitis
• Bei Adnexitis → zum Ausschluss einer Infektion mit N. gonorrhoeae und/oder C. trachomatis

Vorbereitung:

• Zervix von Vaginalsekret befreien; Spekulum ohne Gleitmittel benutzen

Gewinnung:

• alles, was von endozervikalem Sekret erhältlich ist
• Tupfer mit geeignetem Transportmedium verwenden (schwarze Kappe)
• Für den Nachweis von Chlamydia trachomatis spezielles Abstrichbesteck verwenden (kann bei uns angefordert werden)
• Schnellstmöglicher Transport ins Laboratorium

13.2. Vaginalabstrich

Indikation:

• Kolpitis
• V. a. bakterielle Vaginose
• V. a. Toxic Shock Syndrom (Staphylococcus aureus, Streptococcus pyogenes)

Gewinnung:

• Spekulum ohne Gleitmittel benutzen
• Einfache Aspiration oder Abstrich
• Schleimhautsekretion vom hinteren Scheidengewölbe und Vaginalwand mit steriler Pipette oder unter Druck
  (damit auch fest anhaftende Erreger erfasst werden) mit Tupfer entnehmen
• Fluor kann direkt vom Spekulum gewonnen werden

Material:

• Aspirat oder Tupfer mit geeignetem Transportmedium
• Grampräparat

Achtung:

• Ulzerationen auf Lues, Ulcus molle oder Herpes genitalis überprüfen
• Proben auch nützlich zum Nachweis von Streptokokken Gruppe A bei Kindern

13.3. Vulva (einschließlich Labien und Bartholinische Drüsen)

Vorbereitung

• Zur Dekontamination der Schleimhäute keinen Alkohol verwenden!

Gewinnung:

• Abstrich
• Abszesse mit Spritze und Nadel aspirieren

Material:

• Tupfer oder Aspirat
• Tupfer mit Transportmedium verwenden, Aspirat in anaerobes Transportmedium überführen;
  für Neisseriaceae spezielle Tansportmedien verwenden

13.4. Endometrium

Vorbereitung:

• siehe Zervixabstriche

Gewinnung:

• Kürettierung oder Aspiration
• Sterilen Behälter mit anaerobem Transportmedium verwenden
• Sofort ins Labor bringen

Achtung:

• Kontaminationswahrscheinlichkeit (Vagina) sehr hoch! Entnahmetechnik angeben

13.5. Urethra

Indikation

• Urethritis/Urethralsyndrom der Frau
• Urethritis des Mannes
• Zum Nachweis von Neisseria gonorrhoeae und Chlamydia trachomatis

Vorbereitung:

• Männer
  → keine vorherige Desinfektion, ggf. penile Urethra ausstreichen
• Frauen
  → Abwischen des Harnröhrenausgangs, Harnröhre von vaginal her komprimieren

Gewinnung:

• Probenentnahme morgens vor dem Wasserlassen, bzw. letzte Miktion sollte mindestens 2 Std. zurückliegen
• Urethralsekret oder Ausfluss auf Tupfer oder in sterilem Röhrchen auffangen
• Wenn dies nicht durch Massage erreicht werden kann → Material mit einem dünnen Urogenitaltupfer, der 2–4 cm
  in die Endourethra eingeführt wird, gewinnen; Tupfer vorsichtig drehen, nach 1–2 Sek. langsam herausziehen
• Prostataexprimat → nach digital-rektaler Prostata-Massage gewinnen, vorher Glans und Meatus urethrae reinigen
  (wenn noch zusätzlich Serum-PSA-Wert bestimmt werden soll, vorher Blut abnehmen!)
• Für Nachweis N. gonorrhoeae und C. trachomatis → sofort in jeweiliges Transportmedium einbringen
• Transport mittels Tupfer / sterilem Schraubröhrchen
• Sofort ins Labor bringen

Achtung:

• Spezielle Transportmedien verwenden
• Für Chlamydia trachomatis → extra Abstrichmaterial verwenden! (kann angefordert werden)
• Für Mykoplasmen spezielles Transportmedium verwenden (kann angefordert werden)

14. Gewebe sonstiges

14.1. Autopsiematerial

Vorbereitung:

• Oberfläche vor der Entnahme dekontaminieren

Gewinnung:

• durch chirurgischen Eingriff; etwa 5–10 mm2 große Fläche
• Transport in sterilen, dicht schließenden Behältern möglichst unter anaeroben Bedingungen
• Biopsiematerial oder Aspirate sind i.d.R. besser als Abstriche

14.2. Material von Verbrennungen

Vorbereitung:

• Oberfläche vor Entnahme dekontaminieren

Gewinnung:

• Gewebe von exsudativen, entzündeten oder nekrotischen Stellen; es sind vielfach Biopsien tieferliegenden Gewebes angebracht;
  Kulturen von der Oberfläche sind vielfach irreführend

Achtung:

• Quantitative oder wenigstens semi-quantitative KBE-Bestimmungen

14.3. Biopsiematerial

Vorbereitung:

• Oberfläche vor der Entnahme desinfizieren

Gewinnung:

• alles, was erhältlich ist, Untersuchungsgut sofort homogenisieren
• Transport in sterilen, dichtschließenden Behältern, anaerobes Transportmedium verwenden
• Sofortige Bearbeitung im Labor

14.4. Untersuchung auf Mykobakterien

• Biopsiematerial nicht in Formaldehyd oder Alkohol fixieren!
• (kleine Gewebestückchen zum Schutz vor Austrocknung in ca. 0,5–1 ml steriler 0.9 % NaCl-Lösung einsenden)

15. Magen (Magenspülung und Biopsiematerial)

Vorbereitung:

• Pat. sollte vor Probenentnahme fasten
• Stuart- oder anaerobes Transportmedium verwenden

Achtung:

• Material für Untersuchungen auf Helicobacter pylori direkt ins Referenzzentrum Freiburg schicken:
  Institut für Medizinische Mikrobiologie und Hygiene der Universität Freiburg
  Hermann-Herder-Str. 11, 79104 Freiburg, Tel. 0761/2036516
• Transportmedien und Begleitscheine können dort direkt angefordert werden.

16. Umgang mit Materialien zwecks Untersuchung auf Mykobakterien

Generell ist die Kultur auf Mykobakterien sensitiver als die Tbc-PCR!

16.1. Sputum

• Keine Spülungen der Mundhöhle! (Gefahr der Kontamination mit nicht-tuberkulösen Mykobakterien)
• Besonders geeignet ist das erste Morgensputum
• 3 Proben an 3 aufeinanderfolgenden Tagen gewinnen
• Menge möglichst 2–5 ml
• Keinen Speichel, sondern Auswurf einsenden!
• Hierfür das Sputum maximal 1 Stunde sammeln
• 24-Stunden-Sammelsputum ist ungeeignet!

16.2. Bronchialsekret

• Menge möglichst 2–5 ml

16.3. BAL

• Menge möglichst 20–30 ml

16.3.a Körperflüssigkeiten (Punktionen, Aspirate, Exsudate)

• Menge möglichst 30–50 ml

16.4. Urin

• 3 Proben an 3 aufeinanderfolgenden Tagen gewinnen
• Menge jeweils 30–50 ml
• Konzentrierten Morgenurin verwenden!! (am Abend vorher möglichst wenig trinken)
• Keinen Sammelurin verwenden

16.5. Liquor

• Menge möglichst 3–5 ml, bei PCR zusätzlich 2–5 ml!

16.6. Abstriche

• Abstrichtupfer sind zum Nachweis von Mykobakterien i. d. R. NICHT geeignet
•  Gewebematerial, nativer Abszessinhalt, Geschabsel und aspirierter Eiter ist Abstrichen stets vorzuziehen
•  Abstriche enthalten zu wenige Mykobakterien und sollten nur in Ausnahmefällen verwendet werden!
•  Tupfer nicht im Transportmedium einsenden!! (Mykobakterien verlieren sich im Medium)
•  Tupfer statt dessen in 1–2 ml sterilem 0,9 % NaCl einsenden
•  Bei Anforderung pathogene Keime und TBC zwei Abstriche abnehmen (für pathogene Keime mit Transportmedium)

16.7. Gewebeproben

• diese nicht mit Formaldehyd oder Alkohol fixieren! (kleine Gewebestückchen zum Schutz vor Austrocknung
  in ca. 0,5–1 ml 0,9 % sterile NaCl-Lösung einbringen)
•  Bei V. a. Darm-Tbc sollte Biopsie-Material eingesandt werden

16.8. Magennüchternsekret / Magenspülwasser

Menge:

• Magennüchternsekret: möglichst 2–5 ml
• Magenspülwasser: möglichst 20–30 ml
• Zum Transport Gefäße mit 1 ml gesättigter Dinatriumhydrogenphosphat-Lösung zum Abpuffern verwenden
  (bitte im Labor anfordern)
• Nicht sammeln!

16.9. Blut, Knochenmark

Indikation:

• Untersuchung nur sinnvoll bei Personen mit zellulärem Immundefekt
• 5–10 ml Citratblut oder mit Citrat versetztes Knochenmark einsenden
• In der Spritze verschicken, keinesfalls in eine Blutkulturflasche einbringen!

16.10. Generell zu beachten

• Die Zeit von der Entnahme der Probe bis zum Ansatz im Labor sollte 24 Stunden nicht überschreiten
• Können die Proben nicht sofort verarbeitet werden → diese bei 2–8 °C kühl lagern
• Proben in sterilen und dicht schließenden Gefäßen transportieren
• Bei noch nicht gesicherter Diagnose und unkomplizierter Probengewinnung (z. B. Sputum, Urin) sind mindestens drei Proben -
  möglichst an drei verschiedenen Tagen - zu entnehmen
• Bei V. a. Darm-Tbc sollte Biopsie-Material eingesandt werden

16.11. Ungeeignetes Probenmaterial

(in jedem Fall wird umgehend der Einsender informiert und neues Material angefordert)

• eingetrocknete Abstriche
• 24-Stunden-Sammelurin oder -Sputum
• (zerbrochene oder undicht verschlossene Probenröhrchen)
  Der Einsender wird ebenso umgehend informiert, wenn die erforderliche Materialmenge nicht ausreicht.

17. Pilzdiagnostik

17.1. Dermatomykosen

Gewinnung Hautschuppen

• Betroffenes Hautareal mit 70 % Ethanol reinigen
• Möglichst reichlich Material (20–40 Schuppen) mit scharfem Löffel oder Skalpell an der Grenze zum gesunden Gewebe
  gewinnen und in sterilem Gefäß ohne Transportmedium einsenden

Gewinnung Haare:

• Betroffenes Hautareal mit 70 % Ethanol reinigen
• Möglichst viele Haarstümpfe (20–50) gewinnen und in sterilem Gefäß ohne Transportmedium einsenden!
• Abgeschnittene Haarbüschel sind ungeeignet!

Gewinnung Nägel und Nagelspäne:

• Betroffenes Hautareal mit 70 % Ethanol reinigen
• Aus dem Randgebiet zum Gesunden reichlich Material (Späne) gewinnen und im sterilen Gefäß ohne Transportmedium einsenden
• Nicht geeignet: ein mit der Schere abgeschnittenes Teil vom vorderen Nagelrand
• Subungual  schuppige Ablagerungen mit stumpfem Skalpell gewinnen

Nässendes Ekzem

• Mit sterilem Tupfer abstreichen
• Material für Dermatomykosen bei Raumtemperatur lagern!

17.2. Schleimhautmykosen

Gewinnung

• Probe mit sterilem Tupfer entnehmen und in das Probentransportröhrchen überführen
• Bläschen und Pusteln unter sterilen Bedingungen eröffnen und Inhalt mit sterilem Tupfer aufnehmen
• Abszesseiter möglichst durch Punktion gewinnen (siehe dort)

17.3. Mykosen der Atemwege

Gewinnung

• Probe möglichst gezielt (Bronchoskopie) entnehmen, um eine Kontamination mit Mund- und Rachenflora zu vermeiden
• Im sterilen (Sputum-)-Röhrchen einsenden
• Bei Zwischenlagerung gekühlt aufheben

Achtung:
Nur der massive und wiederholte Nachweis von Spross- und/oder Schimmelpilzen (z.B. Aspergillus) ist für eine Infektion beweisend

17.4. Mykosen im Urin

• 5–10 ml möglichst konzentrierten Morgenurin verwenden, ansonsten sollte die letzte Miktion mindestens 4 Stunden zurückliegen
• optimal ist die Uringewinnung durch Blasenpunktion
• ansonsten Mittelstrahlurin verwenden

Achtung:
Bei Frauen zur besseren Lokalisation parallel einen Vaginalabstrich entnehmen!

17.5. Mykosen im Stuhl

• Haselnussgroße Menge einsenden
• Hier sollte aufgrund der inhomogenen Verteilung der Pilze an verschiedenen Stellen der abgesetzten Stuhlportion Material
  entnommen werden

17.6. Systemische Mykosen

Systemische Mykosen sind selten; Auftreten v.a. nach langdauernder Antibiotika-Therapie als nosokomiale Infektion und bei
abwehrgeschwächten Patienten

Gewinnung

• Siehe Blutkulturen

18. Untersuchung auf Trichomonaden, Mykoplasmen etc.

18.1. Trichomonaden

Untersuchungsmaterial Frau:

• Zervixsekret: Entnahme mittels Öse für die direkte Anfertigung von mikroskopischen Präparaten oder mittels Abstrichtupfer
• aus dem hinteren Scheidengewölbe · von der Vaginalwand
• aus dem Zervikalkanal
• Urethralabstriche
• Frische (!) Urinproben (Sediment der ersten Portion)
• Vaginalspülflüssigkeit mit 0,9 %iger NaCl-Lösung

Untersuchungsmaterial Mann:

• Urethralsekret
• Frische (!) Urinproben (Sediment der ersten Portion)
• Sekret nach Prostatamassage

Achtung:
Die frisch entnommenen Proben sind sofort (innerhalb einer Stunde) zu verarbeiten, da die Erreger sehr rasch absterben und ihre
charakteristischen Eigenschaften (Morphologie, Geißelbewegung) schnell verlieren

Nativpräparat beim Einsender: Das Nativpräparat ist die Methode der Wahl/Praxis

Durchführung:

• Untersuchungsmaterial unmittelbar im Anschluss an die Gewinnung des Materials auf einem Objektträger in einem Tropfen
  0,9 % NaCl-Lösung verrühren, Deckgläschen auflegen und Objektträger mit abgeblendetem Hellfeld oder besser Phasenkontrastoder
  Dunkelfeldmikroskopie durchmustern.

Ist die sofortige Untersuchung im Feuchtpräparat nicht möglich: Einsendung eines fixierten Objektträgerausstriches:

• Sekret, Urinsediment oder Abstrichtupfer auf einem Objektträger in dünner Schicht ausstreichen
• 5 Minuten lufttrocknen lassen
• 5 Minuten mit Methylalkohol fixieren
• Fixierungsflüssigkeit abtropfen lassen, lufttrocknen
• Einsendung ins Labor zur Giemsafärbung

Einsendung zur kulturellen Anzucht:

• Trichomonas-Selektivnährmedium (kann angefordert werden) vorwärmen
• mit Abstrich oder zwei Tropfen Sekret bzw. Urinsediment beimpfen
• Inkubation bei 36 +/- 1 °C
• rascher Transport ins Labor

18.2. Mycoplasma hominis, Ureaplasma urealyticum

Untersuchungsmaterial:

• Urethral- Endozervix- und Vaginalabstriche
• Ejakulat
• Bronchialaspirat bei Neugeborenen
• Urin
• (Hals-, Nasenabstriche sowie Augenabstriche bei Kleinkindern)

Gewinnung Abstrich:

• Die Schleimhaut gut abschaben, um möglichst viele Zellen zu gewinnen
  (die Mycoplasmen haben eine starke Affinität auf die Zellmembran der Schleimhäute).
• Tupfer in 2 ml Suspensionsmedium (Transportmedium) eintauchen (am Rand ausdrücken)

Gewinnung Ejakulat so wie Bronchialaspirat bei Neugeborenen:

• 0,2 ml der Probe in 2 ml Suspensionsmedium (Transportmedium)

Gewinnung Urin:

• Erster Teil der Blasenentleerung: Die Probe homogenisieren
  Anschließend 0,2 ml der Probe in 2 ml Suspensionsmedium (Transportmedium) einbringen.
• Urin bei Blasenentleerung:
  Urin zentrifugieren und das Urinsediment mit 0,2 ml steriler Kochsalzlösung resuspendieren. Anschließend davon 0,2 ml in 2 ml
  Suspensionsmedium (Transportmedium) überimpfen.
• Das Untersuchungsmaterial stets VOR Beginn einer eventuellen Antibiotikatherapie abnehmen.
• Das Untersuchungsmaterial sollte nicht mit Gleitmitteln in Kontakt kommen.
• Da Mykoplasmen eine Zytoadhärenz zeigen, sind zellreiche Ausstriche wichtig!
• Die Erreger sind vor allem gegen Austrocknung empfindlich.
• Daher sollten die Proben im Suspensionsmedium (Transportmedium) eingesandt werden (kann angefordert werden).
• Probenlagerung im Suspensionsmedium (Transportmedium)
• 48 h bei Raumtemperatur
• 72 h bei 2–8 °C
• 6 Monate bei -20 °C